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大鼠結腸黏膜上皮分離自結腸組織；結腸在右髂窩內續于盲腸，在第3骶椎平面連接直腸。結腸分升結腸、橫結腸、降結腸和乙狀結腸4部分，大部分固定于腹后壁，結腸的排列酷似英文字母“M"，將小腸包圍在內。結腸橫切面由內到外依次為：黏膜（上皮層、固有層、黏膜肌層），黏膜下層（疏松結締組織），肌層（內環形、外縱行兩層平滑肌），外膜（纖維膜或漿膜）。腸黏膜上皮細胞是機體內外環境的重要屏障，持續暴露于大量抗原中，也是機體面對病原微生物的道防線。因此，腸黏膜上皮細胞除有吸收、分泌和轉運等重要生理功能之外，在黏膜先天性和獲得性免疫防御機制中也起著重要作用。腸黏膜上皮細胞作為首先接觸抗原的細胞，在黏膜免疫反應的起始階段發揮關鍵作用，它決定黏膜免疫反應的發生、性質和強度。探討正常結腸黏膜上皮細胞的分離、體外培養方法，為研究腸黏膜上皮細胞以及與腸黏膜相關疾病建立合適的細胞模型。
方法簡介：

公司實驗室分離的大鼠結腸黏膜上皮采用先機械分離法、后膠原酶消化法并通過上皮細胞專用培養基培養篩選制備而來，細胞總量約為5×10?cells/瓶。
質量檢測：

公司實驗室分離的大鼠結腸黏膜上皮經Cytokeratin-18免疫熒光鑒定，純度可達90%以上，且不含有HIV-1、HBV、HCV、支原體、細菌、酵母和真菌等。

包被條件 鼠尾膠原Ⅰ（2-5μg/cm2）

培養基 含FBS、生長添加劑、Penicillin、Streptomycin等

換液頻率 每2-3天換液一次

生長特性 貼壁

細胞形態 上皮細胞樣

傳代特性 可傳1-2代

消化液 0.25%yi蛋白酶

培養條件 氣相：空氣，95%；CO2，5%

準備工作

1. 實驗器材準備：準備無菌的培養皿、培養瓶、移液管、離心管、手術器械等，并進行高壓滅菌或其他合適的消毒處理。

2. 試劑準備：配制或購買合適的培養基、消化酶（如、膠原酶等）、胎牛血清、雙抗等試劑，確保其無菌且在有效期內。

3. 實驗動物或組織來源準備：根據實驗需求，選擇合適的動物并進行相應的麻醉或處死，獲取所需組織；或從已有的組織樣本庫中獲取組織。

取材與處理

1. 取材：在無菌條件下，迅速取出目標組織，盡量減少對組織的損傷，并去除多余的脂肪、結締組織等非目的組織。

2. 清洗：將取出的組織用預冷的無菌PBS沖洗數次，以去除血液和雜質。

3. 剪切：將組織剪成約1 - 2mm3的小塊，以便后續消化。

細胞分離

1. 消化：將剪碎的組織塊放入含有適量消化酶的離心管中，在37℃恒溫搖床或培養箱中消化一段時間。期間可輕輕搖晃離心管，使消化更均勻。

2. 終止消化：當組織塊大部分被消化成單細胞懸液或小細胞團時，加入含血清的培養基終止消化。

3. 過濾與離心：用細胞篩過濾細胞懸液，去除未消化的組織碎片，然后將濾液以適當的轉速離心，收集細胞沉淀。

細胞觀察與檢測

1. 日常觀察：每天用倒置顯微鏡觀察細胞的形態、生長狀態、密度等，記錄細胞的變化情況，如發現細胞污染或異常，及時采取相應措施。
2. 細胞計數與活力檢測：在需要時，可采用臺盼藍染色等方法對細胞進行計數和活力檢測，以了解細胞的生長情況和健康狀態。

一、取材與分離

1. 快速操作

- 組織取材后需立即處理，避免長時間暴露于室溫或非營養環境。

- 使用無菌 PBS 或生理鹽水沖洗組織，去除血液、雜質。

2. 消化酶選擇

- 根據組織類型選擇消化酶，避免過度消化導致細胞損傷。

- 消化時間需嚴格控制（通常 10-30 分鐘），可通過顯微鏡觀察細胞解離狀態。

二、培養條件優化

1. 培養基選擇

- 使用含血清或特定生長因子的培養基（如 DMEM、RPMI 1640 等），部分細胞需添加胰島素、EGF 等。

- 避免頻繁更換培養基品牌或批次，減少細胞適應壓力。

2. 貼壁與傳代

- 原代細胞貼壁能力較弱，可能需要包被培養皿（如膠原蛋白、多聚賴氨酸）。

- 傳代時密度建議控制在 70%-80%，過度匯合會導致接觸抑制和分化。

三、污染控制

1. 無菌操作

- 全程在超凈臺操作，使用一次性耗材，避免交叉污染。

- 培養基中可添加雙抗，但長期使用可能影響細胞活性。

2. 支原體檢測

- 定期檢測支原體污染（如 PCR 法），污染后需及時丟棄細胞。

四、狀態監控

1. 日常觀察

- 每天檢查細胞形態、密度及培養基顏色，及時更換培養基（通常每 2-3 天換液一次）。

- 異常形態（如細胞變圓、碎片增多）可能提示污染或營養不足。

2. 傳代與凍存

- 原代細胞分裂次數有限（一般 5-10 代），需及時凍存早期代次細胞。

- 凍存液建議使用 DMSO+血清（或專用凍存培養基），梯度降溫后液氮保存。